Como prevenir os prejuízos da mancha zonada no arroz

Detectada nas últimas safras na cultura do arroz durante a fase de plântula e perfilhamento, Drechslera gigantea exige atenção redobrada por parte dos orizicultores e pesquisadores para prevenir prejuízos 

A ocorrência de pragas e doenças na lavoura orizícola vem ganhando importância nos últimos anos. Tomada por referência a produção de arroz há 12 anos, o manejo de doenças era considerado secundário. Com o aumento na produtividade de grãos, a proteção da lavoura ganhou importância. Vários pesquisadores destacam que a ocorrência de epidemias, bem como o surgimento e a agressividade das doenças, está diretamente relacionada com o tipo de cultivar utilizada, a densidade de semeadura e as práticas de manejo de maneira geral. Nesse sentido, é importante dar atenção àquelas doenças que geralmente causam danos todos os anos, caso da bruzone (Pyricularia grisea) e da mancha parda (Bipolaris oryzae), queima das bainhas (Rhizoctonia solani) e escaldadura das folhas (Gerlachia oryzae), assim como monitorar aquelas com importância secundária.

A partir da safra agrícola de 2014, técnicos e produtores, tanto da região central, quanto da fronteira do Rio Grande do Sul, têm observado a presença de uma mancha atípica atacando a cultura já na fase de plântula e perfilhamento. Desde então, diversas plantas de arroz foram trazidas ao laboratório de microbiologia do Instituto Phytus para identificação de doença.

Descrição dos sintomas

As lesões da doença normalmente são pequenas manchas ovais ou circulares de cor marrom ou pardas com centro acinzentado e contorno marrom-avermelhado (Figura 1). Em algumas lesões são observadas estruturas globosas de coloração escura, possivelmente peritécios (Figura 2). Quando em estágio mais avançado, estas manchas coalescem, formando “zonas” nas folhas (Figura 3), comprometendo dessa forma a área fotossinteticamente ativa. O início da doença pode ser facilmente confundido com a mancha circular (Alternaria padwickii) e a bruzone (Pyricularia grisea).

Identificação do agente causal

Inicialmente foram utilizadas duas metodologias para identificação do patógeno - isolamento em meio de cultura Batata-dextrose-ágar (BDA) com incubação a 22°C e fotoperíodo de 12 horas por cinco dias e câmara úmida utilizando folhas com sintomas, nas mesmas condições já citadas. No quarto dia de incubação foi possível perceber estruturas escuras arredondadas no centro das manchas, assemelhando-se a um peritécio (Figura 2). Ao examinar a estrutura com auxílio de um microscópio óptico, constatou-se que se tratava da fase teleomórfica (sexual) de um fungo. Baseado nas características dos ascósporos, bem como dos sintomas, excluiu-se a possibilidade da doença estar sendo causada por Bipolaris oryzae, Drechslera oryzae ou Alternaria padwickii. Após consulta na literatura, concluiu-se que se tratava provavelmente da fase sexual de Drechslera gigantea (Pyrenophora gigantea) (Figura 4). Após realizar o isolamento de diversas amostras de arroz, desde o perfilhamento até a planta adulta, verificou-se que, dependendo da cultivar e do local, era possível identificar tanto a fase teleomórfica, quanto a fase anamórfica (Drechslera gigantea syn. Helminthosporium giganteum) do fungo (Figura 5), não havendo, porém, uma tendência para ocorrência de um ou outro.

Para confirmação do agente causal foi realizado o Postulado de Koch, procedimento que auxilia na identificação a partir da patogenicidade do fungo sobre um hospedeiro suscetível. O postulado basicamente consiste em promover condições de crescimento do organismo associado aos sintomas e, posteriormente, manter a cultura pura do organismo em meio artificial. Para o isolamento foram selecionadas as áreas de transição entre o tecido infectado e o tecido sadio das folhas de onde foram retirados fragmentos com auxílio de um bisturi. Posteriormente, estes fragmentos foram submetidos à desinfestação superficial, sendo imersos em álcool 70%, hipoclorito de sódio 1% e três lavagens em água destilada estéril, por um minuto em cada solução. Após, os fragmentos foram postos sobre papel filtro estéril na câmara de fluxo laminar, por aproximadamente dez minutos, para secagem. Finalmente, os fragmentos foram depositados em placas de petri contendo meio de cultura BDA e incubados em temperatura de 23°C e fotoperíodo de 12 horas, por aproximadamente cinco dias. Após este período, as estruturas foram observadas em lupa e microscópio óptico para identificação do patógeno. O reisolamento dos sintomas observados nas plantas inoculadas (Figura 6) confirmou o agente causal como sendo Drechslera gigantea. O fungo apresentava conidióforo marrom com um a sete septos, conídios medindo 166-485 x 10-29µm, sendo que a germinação do esporo ocorre ou na base ou no ápice do esporo, mas raramente no meio. Em meio de cultura V8, a cultura apresentava aspecto cotonoso de coloração cinza-escura a olivácea, de acordo com o que está descrito na literatura (Shoemaker, 1959; Ahn, 1980). 

Epidemiologia

Pelo fato de ter sido identificada em plântulas de arroz, é provável que, à semelhança de Bipolaris oryzae, haja transmissão via sementes da doença. A germinação de conídios do patógeno ocorre entre 15ºC e 23°C, sendo que, quanto maior o período de orvalho, maior será a severidade da doença (Green et al, 2004).

Histórico e importância da doença

A primeira ocorrência da doença na sua fase anamórfica se deu em 1979 em arroz selvagem na Colômbia, Panamá e Peru (Ahn, 1980). Posteriormente, a doença foi identificada causando danos em campos experimentais de arroz selvagem da Universidade de Minessota (USA).

Na safra 2003 D. gigantea foi identificada em plantas de trigo, provocando inúmeras lesões circulares e ovais com margem marrom e centro cinza (Chowdhury et al, 2005).

Em plantas de arroz cultivado, foi identificado na Venezuela (Rodriguez & Nass, 1990). Na safra de 2006/2007 o patógeno foi localizado causando manchas nas cultivares BRS Querência e BRS Atalanta em lavouras de Capão do Leão, no Rio Grande do Sul, sendo que, na safra seguinte a doença demonstrou alta severidade nos estádios finais do desenvolvimento de arroz no mesmo local (Nunes, 2008).

O patógeno provoca mancha zonada em bananeira e espécies de gramas, sendo também utilizado como agente bio-herbicida no controle de Setaria viridis da família Poaceae, erva daninha comum no Canadá, resistente aos herbicidas inibidores da Acetyl-CoACarboxylase e Digitaria sanguinalis na Flórida. Drechslera gigantea pode provocar mancha zonada em: Agropyron, Agrostis, Anthephora, Bambusa, Bromus, Cenchrus, Commelina, Cynodon, Dendrocalamus, Echinochloa, Eleusine, Elymus, Eragrostis, Festuca, Glyceria, Hilaria, Lasiagrostis, Leersia, Melinis, Musa, Oryza, Panicum, Pennisetum, Phalaris, Poa, Saccharum, Sporobolus, Teramnus, Trichachne, Uniola, Zinnia (Sivanesan, 1992).

Tendo em vista a grande incidência dessa doença na safra 2014/2015 e também considerando o grande número de hospedeiros alternativos de Drechslera gigantea, é de grande importância conhecer melhor esse patossistema, bem como estudar o seu comportamento frente a práticas culturais que possam interferir no ciclo da doença. Além disso, é necessário investigar a respeito do controle químico, tanto via tratamento de sementes, quanto em parte aérea, bem como conhecer o nível de sensibilidade à doença das principais cultivares utilizadas no estado. Apesar de não se ter ainda conhecimento sobre nível de danos econômicos causados pela doença, sua ocorrência e severidade nas últimas duas safras demonstram ser necessária maior atenção para evitar surpresas no futuro.

Figura 1 - Plantas com manchas circulares
Figura 1 - Plantas com manchas circulares.
Figura 2 - Peritécios sobre as lesões em meio de cultura
Figura 2 - Peritécios sobre as lesões em meio de cultura.
Figura 3 - Manchas formando
Figura 3 - Manchas formando "zonas" nas folhas.
Figura 4 - Ascas e ascósporos
Figura 4 - Ascas e ascósporos.
Figura 5 - Visão geral e detalhe dos conídios de D. gigantea
Figura 5 - Visão geral e detalhe dos conídios de D. gigantea.
Figura 6 - Início dos sintomas 15 dias após a inoculação
Figura 6 - Início dos sintomas 15 dias após a inoculação.


Caroline Gulart, Julia Mantelli, Mônica P. Debortoli, Instituto Phytus; Marcelo G. Madalosso, Instituto Phytus/Univ. Reg. Int. - Santiago; Leonardo Gulart, IFSC


Artigo publicado na edição 189 da Cultivar Grandes Culturas. 

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