Meloidogyne está entre as principais espécies de nematoides que afetam culturas agrícolas de importância comercial, como soja, algodão, cana-de-açúcar e milho. Na busca por medidas alternativas, que somadas a outras estratégias integradas possam ajudar no difícil manejo desses organismos, o uso de óleos essenciais de plantas ainda esbarra na sua viscosidade e baixa solubilização em água. Por isso a importância de estudos que avaliem a interferência de solventes em relação à sobrevivência/mortalidade destes fitonematoides.
Existem vários fatores que limitam a produção das plantas, tais como agentes patogênicos, incluindo fungos, fitoparasitos, bactérias, vírus e nematoides. Destacam-se fitonematoides, que se alimentam de plantas intensamente fortes de exploração econômica e causam reduções na produtividade dessas culturas. Entre as espécies deste grupo, que provocam maior dano para as principais culturas, como soja, algodão, cana-de-açúcar e milho se sobressai Meloidogyne spp. Estes, por sua vez, afetam as plantas pelos seus efeitos negativos sobre o sistema radicular, o que dificulta a absorção e a translocação de nutrientes (DIAS et al., 2009). Tais patógenos são difíceis de erradicar, devido à polifagia de espécies Meloidogyne, à variabilidade fisiológica e a ampla divulgação das diversas regiões produtoras, o que leva a uma limitação no uso de medidas de controle (SILVA et al. , 2001).
Atualmente, entre as estratégias mais empregadas está a série de rotação de culturas ou plantas, o uso de cultivares resistentes ou tolerantes e tratamento químico (ARAÚJO E MARCHESI, 2009). Entretanto, em todos estes procedimentos, muitas perdas na produção agrícola são observadas. Nesse contexto medidas alternativas tornam-se indispensáveis na busca do controle destes fitonematoides. O conhecimento de compostos metabólicos secundários presentes em óleos essenciais (OE) de plantas e a sua atividade nematicida ou nematostática é atraente para uma exploração da atividade biológica em relação ao controle de doenças (SILVA et al., 2005).
Os óleos essenciais têm sido uma alternativa de controle desses agentes patogênicos, pragas agrícolas e ervas daninhas (OOTANI et al., 2013). Em vista disso, para a utilização de óleo essencial frente a nematoides é necessário, na maioria dos casos, uma solubilização prévia, devido à sua viscosidade e baixa solubilização em água. Neste contexto, o objetivo deste estudo foi examinar, pela primeira vez, a interferência de solventes químicos em relação à sobrevivência/ mortalidade de nematoides Meloidogyne javanica.
O inoculo foi preparado a partir de organismos obtidos de ovos individuais monoespecíficos da população de Meloidogyne sp. resultante de soja infectada na cidade de Santa Flora, estado do Rio Grande do Sul, Brasil. Mudas de tomate (Lycopersicum sculetum L.) cv. Santa Clara foram usadas para a multiplicação contínua do agente patogênico em vasos com capacidade de dois litros mantidos em uma sala de crescimento em condições ideais para os fitonematoides, com a temperatura a 26 °C, umidade de 60% e foto período de 12 horas.
Para obter os juvenis do segundo estádio (J2), a metodologia utilizada foi proposta por HUSSEY E BARKER (1973), adaptado por BONETI & FERRAZ (1981). Parte da suspensão contendo os ovos e (J2), obtidos por este método, foi submetida à técnica de funil de Baermann modificado (CHRISTIE & PERRY, 1951) e incubadas a 26 °C durante 36h em condições estimulantes à eclosão dos ovos e à obtenção de J2 nematoide.
Os solventes Acetato de etila PA, fabricante Synth, lote 168 668; Álcool Etílico 95% PA, fabricante Fmais, lote 41823; Álcool n-butil-PA, fabricante Synth, lote 149 013; Crodamol GTCC, fabricante Alpha, lote quimicamente M2889 / 13; Dimetil sulfóxido PA, fabricante Nuclear, lote 10111414; Glicerina PA, fabricante Vetec, lote 0908321; Propilenoglicol, fabricante Alpha Química, lote M2096 / 13; PEG 400, fabricante Synth , lote 141 959; Tween 20, fabricante Synth, Lote 154.201, foram obtidos comercialmente.
A atividade nematicida de solventes em J2 de Meloidogyne spp. foi realizada em placas de microdiluição de 24 poços, seguindo o método de PÉREZ et al. (2003), em concentrações de 5%, 10%, 25%, 50% de cada solvente separadamente, em duplicata. Para o teste in vitro foi colocada em poços individuais de uma microplaca uma suspensão de 1 mL de água destilada contendo 120 nematoide Meloidogyne spp. de J2. Em seguida foi adicionada uma solução de solvente devido à concentração correspondente, calculada com base na porcentagem de solvente desejado. Como controle foi utilizada água destilada com os nematoides.
Em seguida, as placas foram seladas com filme plástico, colocadas sob movimento circular com um agitador de 80 rpm e incubados em sala de crescimento a 26 ° C, no escuro. A contagem de J2 mortos foi realizada utilizando o microscópio óptico (ampliação de 10 x) e ocorreu 24 horas após a incubação do ensaio. A avaliação da mortalidade foi realizada 24 horas após a montagem do teste. Levou-se em consideração todos J2 móveis e estáticos. Para confirmação da morte, as amostras foram transferidas para uma placa de Petri de poliestireno (4 cm de diâmetro) e, em seguida visualizadas em microscópio de luz a 40X com o objetivo de verificar o movimento mínimo (CAYROL et al., 1989). A taxa de mortalidade foi calculada pela equação: J2 mortos (%) = (J2 mortos x 100) / (+ J2 J2 mortos vivos). Duas repetições por concentração foram realizadas. A sobrevivência de nematoides foi avaliada usando o teste de Kaplan-Meier com teste post log-rank (SPSS 18 software). O nível mínimo de significância foi estabelecido em P ≤ 0,05.
Os solventes, propileno glicol, n-butanol, glicerina, crodamol e etanol e acetato etílico induziram a morte de toda a população de nematoides presentes na amostra, diferindo significativamente do controle (testemunha) (P < 0,001). Esta mortalidade pode ser observada em todas as concentrações testadas, e em concentrações mais elevadas de 25% e 50% de nematoides houve notável mudança na estrutura observada em microscópio. Já os solventes PEG 400 e de acetato de etila mostraram viabilidade de utilização em concentrações inferiores a 5%. Nesse caso a mortalidade foi de 40% do total da população de nematoides, desencadeando assim diferença estatística a partir do controle (P < 0,001). No caso de Tween 20 a uma concentração de 5%, não ocorreu mortalidade e o movimento dos nematoides foi normal. A uma concentração de 10%, a mortalidade ocorreu em 15% do total da população de nematoides e aqueles que permaneceram vivos tinham movimentação lenta. Na concentração de 25%, a mortalidade foi de 20% da população testada e os que mantinham-se vivos apresentaram o mínimo de mobilidade. Assim, em concentrações de 5%, 10% e 25% não houve diferença significativa em comparação à testemunha. No entanto, a uma concentração de 50% houve diferença estatística a partir do grupo de controle (P <0,001). O solvente DMSO revelou ser tóxico para os nematoides na maioria das suas concentrações, mas a uma concentração de 5% foi observada mobilidade no total da população de nematoides e não houve diferença significativa em comparação com o controle, diferente dos outros, onde o solvente alterou a conformação da membrana celular dos fitoparasitas e apresentou alteração estatística em comparação com o grupo controle (P <0,001).
Os óleos essenciais são potencialmente úteis no tratamento de doenças de plantas cultivadas (SALGADO et al., 2003). A insolubilidade dos óleos essenciais e muitos dos seus constituintes em meio aquoso é susceptível de prejudicar seu desempenho em testes de sensibilidade. As tentativas para ultrapassar este problema foram feitas usando solventes (KATIKI et al., 2011). A pesquisa de componentes químicos a partir de produtos naturais, como óleos essenciais, é de importância fundamental para o desenvolvimento de novas drogas anti-helmínticos (ASSIS et al., 2003).
Diante dos resultados obtidos recomenda-se o uso de Tween 20 para a diluição de óleos essenciais quando aplicado em nematoides. Se o óleo essencial a ser testado não apresenta uma miscibilidade completa no solvente de Tween 20, devem ser selecionados outros solventes, como DMSO, PEG 400 e de acetato de etila em concentrações inferiores a 5%, para não interferir nos resultados das experiências.
Jessyka A. Cunha, Universidade Federal de Santa Maria; Rodrigo G. Madalosso, Centro Universitário Franciscano; Paulo S. Santos, Instituto Phytus; Cecília de Á. Scheeren, Universidade Federal de Santa Maria; Andrezza N. Lopes, Marcelo G. Madalosso, Instituto Phytus; Berta M. Heinzmann, Universidade Federal de Santa Maria; Roberto C. V. Santos, Centro Universitário Franciscano
Artigo publicado na edição 201 da Cultivar Grandes Culturas.
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